Způsob výroby opticky aktivních halogenuhlovodíků a alkoholů s

Patentová přihláška CZ 2004 – 1240
ZPŮSOB VÝROBY OPTICKY AKTIVNÍCH HALOGENALKANŮ
A ALKOHOLŮ HYDROLYTICKOU DEHALOGENACÍ KATALYZOVANOU
HALOGENALKANDEHALOGENÁZAMI
Číslo přihlášky: CZ 2004 – 1240 A1
Datum předložení: 27. prosince 2004
Abstrakt:
Vynález
se
týká
způsobu
výroby
opticky
aktivních
halogenalkanů,
halogenalkoholů, alkoholů, halogenpolyalkoholů a polyalkoholů pomocí hydrolytické
dehalogenace katalyzované enzymem halogenalkandehalogenázou (kódové číslo enzymu EC
3.8.1.5)
izolovaným
z mikroorganismů
nebo
pomocí
modifikovaných
halogenalkandehalogenáz se zlepšenou substrátovou specifitou, stereoselektivitou nebo
regioselektivitou.
Navrhovatel: Masarykova univerzita, Žerotínovo nám. 9, 601 77 Brno, Česká republika
Autoři: PROKOP, Zbyněk, Palackého tř. 129, 612 00 Brno, Česká republika,
DAMBORSKÝ, Jiří, Bořetická 13, 628 00 Brno, Česká republika, NAGATA, Yuji, 2-1-1
Katahira, 980-8577 Sendai, Japonsko, JANSSEN, Dick B., Jachtlaan 24, Roden, 9301,
Holandsko.
Kontakt:
Dr. Jiří Damborský,
Josef Loschmidt Chair,
Přírodovědecká fakulta, Masarykova univerzita,
Kotlářská 2, 611 37 Brno, Česká republika,
tel. 420-5-49493467, fax 420-5-49492556,
e-mail: [email protected]
http://loschmidt.chemi.muni.cz/peg
http://www.loschmidt.cz
- 1 -
Způsob
výroby
opticky
aktivních
halogenalkanů
a
alkoholů
hydrolytickou
dehalogenací katalyzovanou halogenalkandehalogenázami
Oblast techniky
Vynález se týká způsobu výroby opticky aktivních halogenalkanů, halogenalkoholů,
alkoholů, halogenpolyalkoholů a polyalkoholů pomocí hydrolytické dehalogenace katalyzované
enzymem halogenalkandehalogenázou (kódové číslo enzymu EC 3.8.1.5) izolovaným
z mikroorganismů nebo pomocí modifikovaných halogenalkandehalogenáz se zlepšenou
substrátovou specifitou, stereoselektivitou nebo regioselektivitou.
Stav techniky
Enzymy působí jako katalyzátory v biologických systémech, kde určují způsob chemických
přeměn.
Nejpozoruhodnější
vlastností
enzymů
je
jejich
katalytická
síla
a specifičnost. Díky své schopnosti vytvářet specifické vazby se širokou škálou molekul
vystupují jako velmi účinné katalyzátory velkého množství různých chemických reakcí. Enzymy
katalyzují reakce tak, že destabilizují substrát, nebo stabilizují přechodný stav a určují, která
z několika možných chemických reakcí ve skutečnosti proběhne.
Výroba enantiomerně čistých sloučenin je rozšiřující se oblastí průmyslu čistých chemikálií.
Při produkci léčiv, agrochemikálií, potravinových aditiv a jejich specifických meziproduktů jako
samostatných enantiomerů, je požadována vysoká enantiomerní čistota, typicky s obsahem
enantiomeru (e.e.) > 98 %. Enantiomerní převaha se získává z koncentrace dvou enantiomerů
cR a cS podle rovnice 1.
e.e. =
E=
cR - cS
cR + cS
(kcat / Km)R
(kcat / Km)S
(1)
(2)
Reakce katalyzované enzymy se staly populární alternativou ke klasické chemii, hlavně pro
svou vysokou selektivitu a aktivitu za mírných reakčních podmínek a existuje již několik
průmyslových výrobních procesů, které používají enzymy jako katalyzátory. Je jasné, že
enantiomerní selektivita katalyzátoru je jedním z nejdůležitějších faktorů určujících úspěšnost
- 2 -
takových procesů. Vyhodnocení této vlastnosti je usnadněno použitím enantiomerního poměru
(E). Hodnoty E mohou být vyjádřeny jako poměr kcat/Km rychlostních konstant kcat katalyzátoru
a konstant Michaelise a Mentenové Km pro dva enantiomery (rovnice 2).
Chemická přeměna halogenovaných sloučenin je důležitá z ekologického a syntetického
hlediska. Bylo popsáno šest hlavních způsobů enzymatické přeměny halogenovaných
sloučenin: (i) oxidace, (ii) redukce, (iii) dehydrohalogenace, (iv) hydratace, (v) přenos metylu
a (vi) hydrolytická, na glutationu závislá, a intramolekulární substituce. Oxidačně-redukční
enzymy jsou odpovědné za nahrazení halogenu atomem vodíku a za oxidační degradaci.
Eliminace halogenvodíku vede k vytvoření alkenu, který je dále rozložen oxidací. Enzymem
katalyzované vytvoření epoxidu z halogenalkoholů a hydrolytické nahrazení halogenidu
hydroxylovou skupinou se uskutečňuje stereospecificky a je proto předmětem zájmu v oblasti
syntézy [Falber, K. (2000) Biotransformations in Organic Chemistry, Springler-Verlag,
Heildeberg, 450].
Halogenalkandehalogenázy (EC 3.8.1.5) jsou enzymy schopné odstranit halogen
z halogenované alifatické sloučeniny hydrolytickou substitucí a vytvoření příslušných alkoholů
[Janssen, D. B. Pries, F., a Van der Ploeg, J. R. (1994) Annual Review of Microbiology 48,
163-191]. Hydrolytická dehalogenace pokračuje formální nukleofilní substitucí atomu halogenu
za hydroxylový iont. Mechanismus hydrolytické dehalogenace katalyzované enzymy
halogenalkandehalogenázami (EC 3.8.1.5) je uveden na Obr. 1. Pro enzymatickou aktivitu
halogenalkandehalogenáz není potřebný žádný kofaktor ani iont kovu. Reakce je iniciována
navázáním substrátu do aktivního místa s halogenem v oblasti, kde se váže halogenid.
Po navázání následuje nukleofilní napadení aminokyseliny Asp na uhlíkovém atomu, na
kterém je navázán halogen, což vede k přerušení vazby uhlík-halogen a k vzniku
meziproduktu alkyl-enzym. Meziprodukt je následně hydrolyzován aktivovanou vodou, kde
aminokyselina His působí jako bazický katalyzátor a dojde k vytvoření komplexu enzymprodukt. Asp nebo Glu udržují His ve správné orientaci a stabilizují kladný náboj, který vznikne
na imidazolovém kruhu His během reakce. Konečným krokem reakce je uvolnění produktu.
H
O
O
R
Enz
HH
X
H
O
X
H O
O
O
O
R
Enz
Enz
HH
OH
R
Obr. 1 - Reakční mechanismus hydrolytické dehalogenace pomocí halogenalkandehalogenázy (EC 3.8.1.5).
- 3 -
První halogenalkandehalogenáza byla izolována z Xanthobacter autotrophicus GJ10 v roce
1985 [Janssen, D.B., Scheper, A., Dijkhuizen, L., a Witholt, B. (1985) Applied and
Environmental Microbiology 49, 673-677; Keuning, S., Janssen, D. B., a Witholt, B. (1985)
Journal of Bacteriology 163, 635-639]. Od té doby bylo izolováno velké množství
halogenalkandehalogenáz z bakterií osidlujících znečištěné prostředí [Scholtz, R., Leisinger,
T., Suter, F., a Cook, A. M. (1987) Journal of Bacteriology 169, 5016-5021; Yokota, T., Omori,
T., a Kodama, T. (1987) Journal of Bacteriology 169, 4049-4054; Janssen, D. B., Gerritse, J.,
Brackman, J., Kalk, C., Jager, D., a Witholt, B. (1988) European Journal of Biochemistry 171,
67-92; Sallis, P.J., Armfield, S.J., Bull, A.T., a Hardman, D. J. (1990) Journal of General
Microbiology 136, 115-120; Nagata, Y., Miyauchi, K., Damborsky, J., Manova, K., Ansorgova,
A., a Takagi, M. (1997) Applied and Environmental Microbiology 63, 3707-3710; Poelarends,
G. J., Wilkens, M., Larkin, M. J., van Elsas, J. D., a Janssen, D. B. (1998) Applied and
Environmental Microbiology 64, 2931-2936]. V poslední době byla publikována data
dokumentující hydrolytickou dehalogenační aktivitu některých druhů rodu Mycobacterium
izolovaných z klinického materiálu [Jesenska, A., Sedlacek, I., a Damborsky, J. (2000) Applied
and Environmental Microbiology 66, 219-222] a následně byly halogenalkandehalogenázy
izolovány i z patogenních bakterií [Jesenska, A., Bartos, M., Czernekova, V., Rychlik, I., Pavlik, I.,
a Damborsky, J. (2002) Applied and Environmental Microbiology 68, 3724-3730].
Strukturálně patří halogenalkandehalogenázy do nadskupiny α/β-hydroláz [Ollis, D. L.,
Cheah, E., Cygler, M., Dijkstra, B., Frolow, F., Franken, S. M., Harel, M., Remington, S. J.,
Silman, I., Schrag, J., Sussman, J. L., Verschueren, K. H. G., a Goldman, A. (1992) Protein
Engineering 5, 197-211; Nardini, M., a Dijkstra, B. W. (1999) Current Opinionin Structural
Biology 9, 732-737]. Bez výjimky obsahují halogenalkandehalogenázy nukleofilní rameno
[Damborsky, J. (1998) Pure and Applied Chemistry 70, 1375-1383; Damborsky, J., a Koca, J.
(1999) Protein Engineering 12, 989-998], které je nejvíce konzervovanou strukturální
charakteristikou
ve
skupině
α/β-hydroláz.
Další
značně
konzervovanou
oblastí
v halogenalkandehalogenázách je centrální β-list. Jeho vlákna obklopená na obou stranách
α-šroubovicemi vytvářejí hydrofóbní jádro hlavní domény, které je nositelem katalytické triády
Asp-His-Asp/Glu. Druhá doména se skládá pouze z α-šroubovic, které leží jako čepička na
vrcholu hlavní domény. Zbytky nacházející se na rozhraní těchto dvou domén vytvářejí aktivní
místo.
Zatímco
existuje
značná
podobnost
v katalytickém
jádru
různých
halogenalkandehalogenáz, liší se u nich značně sekvence a struktura domény čepičky.
Předpokládá se, že čepička hraje významnou roli v určování substrátové specifity [Pries, F.,
Van den Wijngaard, A. J., Bos, R., Pentenga, M., a Janssen, D. B. (1994) Journal of Biological
Chemistry 269, 17490-17494; Kmunicek, J., Luengo, S., Gago, F., Ortiz, A. R., Wade, R. C.,
a Damborsky, J. (2001) Biochemistry 40, 8905-8917].
- 4 -
Celá
řada
halogenalkandehalogenáz
z různých
bakterií
byla
biochemicky
charakterizována. Statistiké analýzy údajů aktivity ukázaly přítomnost tří skupin s různou
specifitou v této rodině enzymů [Nagata, Y., Miyauchi, K., Damborsky, J., Manova, K.,
Ansorgova, A., a Takagi, M. (1997) Applied and Environmental Microbiology 63, 3707-3710;
Damborsky, J., a Koca, J. (1999) Protein Engineering 12,989-998; Damborsky, J., Nyandoroh,
M. G., Nemec, M., Holoubek, I., Bull, A. T., a Hardman, D. J. (1997) Biotechnology and
Applied Biochemistry 26, 19-25]. Byly izolovány tři halogenalkandehalogenázy reprezentující
tyto
tři
různé
třídy
a
na
atomární
úrovni
byly
strukturálně
charakterizovány:
halogenalkandehalogenáza DhlA z Xanthobacter autotrophicus GJ10 [Keunings, S., Janssen,
D. B., a Witholt, B. (1985) Journal of Bacteriology 163, 635-639; Franken, S. M., Rozeboom,
H. J., Kalk, K. H., a Dijkstra, B. W. (1991) The EMBO Journal 10, 1297-1302],
halogenalkandehalogenáza DhaA z Rhodococcus rodochrous NCIMB 13064 [Kulakova, A. N.,
Larkin, M. J., a Kulakov, L. A. (1997) Microbiology 143, 109-115; Newman, J., Peat, T. S.,
Richard, R., Kan, L., Swanson, P. E., Affholter, J. A., Holmes, I. H., Schindler, J. F., Unkefer,
C. J. a Terwilliger, T. C. (1999) Biochemistry 38, 16105-16114] a halogenalkandehalogenáza
LinB ze Sphingomonas paucimobilis UT26 [Nagata, Y., Miyauchi, K., Damborsky, J., Manova,
K., Ansorgova, A., a Takagi, M. (1997) Applied and Environmental Microbiology 63, 37073710; Marek, J., Vevodova, J., Kuta-Smatanova, I.,Nagata, Y., Svensson, L. A., Newman, J.,
Takagi, M., a Damborsky, J. (2000) Biochemistry 39, 14082-14086]. Velikost, geometrie
a fyzikálně chemické vlastnosti aktivních oblastí a přístupových tunelů a také přirozené
a prostorové uspořádání katalytických aminokyselin, tj. katalytické triády, primárních
a sekundárních aminokyselin stabilizujících halogenid [Bohac, M., Nagata, Y., Prokop, Z.,
Prokop, M., Monincova, M., Koca, J., Tsuda, M., a Damborsky, J. (2002) Biochemistry 41,
14272-14280], mohou být vztaženy k substrátové specifitě, která je různá pro enzymy
zastupující rozdílné třídy [Damborsky, J., Rorije, E., Jesenska, A., Nagata, Y., Klopman, G.,
a Peijnenburg, W. J. G. M. (2001) Environmental Toxicology and Chemistry 20, 2681-2689].
Několik patentových přihlášek se zabývá dehalogenačními metodami používajícími enzymy
dehalogenázy. Například přihláška WO 98/36080 A1 se zabývá dehalogenázami schopnými
přeměnit halogenované alifatické sloučeniny na příbuzné alkoholy a DNA sekvencemi, které
kódují polypeptidy enzymů, stejně jako DNA sekvencemi a způsoby přípravy enzymů
umístěním expresního konstruktu do hostitelských buněk. Patentová přihláška WO 01/46476
A1 se zabývá způsoby dehalogenace alkylhalogenů katalyzovaných modifikovanými
hydrolázovými enzymy za vytvoření stereoselektivních nebo stereospecifických reakčních
produktů, jako jsou alkoholy, polyalkoholy a epoxidy, a zahrnuje také způsob získávání
modifikovaných nukleových kyselin, které kódují modifikované dehalogenázy nebo další
hydrolázové enzymy. Patentová přihláška WO 02/068583 A2 se vztahuje k halogenalkan-
- 5 -
dehalogenázám a k polynukleotidům kódujícím halogenalkandehalogenázy. Navíc jsou zde
uvedeny způsoby vytváření nových dehalogenáz a způsoby jejich použití.
Ačkoliv
se
uvedené
patentové
přihlášky
zabývají
enzymaticky
katalyzovanou
dehalogenací, nebyla zatím uvedena žádná zpráva o tom, že specifická rodina hydrolytických
enzymů,
halogenalkandehalogenáz
(EC
3.8.1.5), vykazuje dostatečnou enantiomerní
selektivitu nebo regionální selektivitu pro použití v průmyslové výrobě opticky aktivních
alkoholů. V roce 2001 prozkoumal Pieters se spolupracovníky chirální rozpoznávání
halogenalkandehalogenázami DhlA a DhaA [Pieters, R. J., Spelberg, J. H. L., Kellogg, R. M.,
a Janssen, D. B. (2001) Tetrahedron Letters 42, 469-471]. Stupeň chirálního rozpoznání byl
nízký; byla dosažena maximální E-hodnota 9 po určité strukturální optimalizaci substrátu.
Začátkem roku 2004, dvacet let po objevu první halogenalkandehalogenázy, byl vývoj
enantioselektivních halogenalkandehalogenáz pro použití v průmyslové biokatalýze vytýčen
jako jeden z hlavních úkolů této oblasti výzkumu [Janssen, D. B. (2004) Current Opinion in
Chemical Biology 8, 150-159].
Podstata vynálezu
Byla provedena hydrolytická dehalogenace široké skupiny racemických substrátů
katalyzovaná skupinou enzymů, halogenalkandehalogenáz DhlA, DhaA, LinB a DbjA (poslední
jmenovaná
je
nově
izolovaná
halogenalkandehalogenáza
z
bakterie Bradyrhizobium
japonicum USDA110). Stupeň chirálního rozpoznání byl nízký v případě DhlA a DhaA, při
reakci s vybranými substráty. Halogenalkandehalogenázy DhlA a DhaA vykazovaly maximální
E-hodnoty 5,5 a 7. Tento výsledek byl ve shodě s prvními pokusy chirálního rozpoznání
halogenalkandehalogenázami
DhlA
a
DhaA,
které
bylo
prováděno
Pietersem
a spolupracovníky [Pieters, R. J., Spelberg, J. H. L., Kellogg, R. M., a Janssen, D. B. (2001)
Tetrahedron Letters 42, 469-471].
Význačná
enantioselektivita
byla
překvapivě
pozorována
během
hydrolytické
dehalogenace chirálních halogenalkanů katalyzovaných halogenalkandehalogenázou DbjA,
která vykazovala E-hodnoty > 100. Vysoké chirální rozpoznání bylo pozorováno pro
2-brompentan, 2-bromheptan a halogenované estery propionových kyselin (Tabulka 1). Toto
pozorování poprvé demonstrovalo, že určité proteiny z této rodiny halogenalkandehalogenáz
(EC 3.8.1.5) vykazují dostatečnou enantioselektivitu pro syntézu opticky čistých sloučenin
v průmyslovém měřítku.
- 6 -
Tabulka 1 - Příklady chirálního rozpoznávání, hydrolytické dehalogenace vybraných
racemických substrátů katalyzované halogenalkandehalogenázami DhlA, DhaA,
LinB a DbjA
Název
E-hodnoty
DhlA
DhaA
LinB
DbjA
metyl 3-brom-2-metylpropionát
n.d.
5
2,5
20
etyl 3-brom-2-metylpropionát
n.d.
4
1,3
25
metyl 2,4-dibrombutyrát
1,6
1
1,9
1,3
etyl 2,3-dichlorpropionát
n.d.
n.d.
5,2
32
2-chlorbutan
1,3
n.d.
1,2
n.d.
2-brombutan
2,7
1,7
1,5
1,2
2-brompentan
5,5
7
16
108
2-bromheptan
2,4
2,9
2,8
28
1,2-dichlorpropan
2
n.d.
n.d.
n.d.
1,2-dibrompropan
3
1,3
1,3
2,6
1,2-dibrombutan
1,1
2
10
2,7
1,2-dichlorbutan
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
1,3-dibrombutan
2
1,3
4,6
1,4
1,3-dichlorbutan
2,8
1,6
2,6
1,0
1-brom-3-chlor-2-metylpropan
1,8
1,7
1,8
1,4
1,2-dibrom-3,3-dimetylbutan
n.d.
n.d.
1,1
n.d.
3-chlor-2-metylpropionitril
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
trans 1,2-dibromcyklohexan
n.d.
n.d.
3,2
n.d.
epibromhydrin
1,4
1,2
1,1
1,9
epichlorhydrin
n.d.
n.d.
n.d.
n.d.
2-brom-1-fenylpropan
n.d.
1,3
2,2
1,7
n.d. … neurčena (aktivita < 0,2 nM.s-1.mg-1 enzymu)
Významná enantioselektivita byla také pozorována během hydrolytické dehalogenace
1,3-dibrombutanu
katalyzované
halogenalkandehalogenázou
LinB,
která
vykazovala
E-hodnoty až 60 pro reakci v chirálním centru cílové molekuly. Tyto výsledky naznačují, že
hydrolytická dehalogenace katalyzovaná enzymy halogenalkandehalogenázami (EC 3.8.1.5)
- 7 -
má
velký
potenciál
při
produkci
vysoce
čistých
opticky
aktivních
halogenalkanů,
halogenalkoholů, alkoholů nebo diolů.
Způsobem podle vynálezu jsou racemické nebo prochirální reaktanty, jako jsou
halogenalkany, halogenalkoholy, halogenpolyalkoholy, přeměněny enantioselektivně pomocí
hydrolytické dehalogenace katalyzované enzymem halogenalkandehalogenázou tak, aby
poskytly opticky aktivní sloučeniny o vysoké čistotě, které mohou být použity jako léčiva,
agrochemikálie, potravinářská aditiva, kosmetické prostředky nebo feroelektrické tekuté
krystaly nebo jako meziprodukty. Obecně tato metoda zahrnuje hydrolytickou dehalogenaci
jednoho nebo více reaktantů na jeden nebo více produktů (např.: halogenalkany,
halogenalkoholy, alkoholy, halogenpolyalkoholy, polyalkoholy) tak, že se reaktant nebo více
reaktantů
inkubuje
s jedním
nebo
více
divokými
typy
nebo
modifikovanými
halogenalkandehalogenázami. Hydrolytická dehalogenace reaktantu, katalyzovaná enzymem
halogenalkandehalogenázou, se uskutečňuje ve vodném systému pufrů (např., fosfátový pufr,
Tris-síranový pufr, glycinový pufr, acetátový pufr, citrátový pufr) při hodnotě pH, která je blízko
optimální hodnotě pro halogenalkandehalogenázu (pH = 7,0 – 8,5). Profil aktivity v závislosti
na hodnotě pH je širší a umožňuje rozmezí pH od 4 do 12 při udržení dostatečné aktivity.
Obměny pH a typu pufru mohou ovlivnit selektivitu reakce, jelikož konformace enzymu je
závislá na stavu jeho ionizace. Enzymaticky katalyzovaná hydrolytická dehalogenace se může
uskutečňovat v rozmezí teplot od 10 – 70 ºC s reakčním optimem při 40 ºC. Koncentrace
enzymu je nastavena s ohledem na požadovanou reakční rychlost. Koncentrace reaktantu
závisí na jeho rozpustnosti v reakčním médiu. Způsob podle vynálezu je možné použít pro
mnoho různých halogenuhlíkových a halogenuhlovodíkových reaktantů (např. molekuly,
molekulární přívěsky nebo skupiny substituentů), které běžně obsahují od jednoho do 100
uhlíkových atomů. Uhlíkové atomy nebo jedna i více podskupin uhlíkových atomů mohou
zahrnovat strukturu s lineárním řetězcem, větvenou strukturu, kruhovou strukturu, dvojnou vazbu,
trojnou vazbu a podobně. Vhodná obecná třída reaktantů může zahrnovat jakýkoliv alifatický
halogenuhlovodík ať už cyklický nebo acyklický (např.: halogenalkany, halogenalkeny,
halogenalkiny, halogenalkylnitrily, halogenalkylamidy, estery halogenalkyl karboxylových kyselin,
halogenalkoholy, halogenpolyalkoholy, halogenepoxidy, halogenalkylétery). Reaktant může být
xenobiotická nebo v přírodě se vyskytující sloučenina, která také může být složkou směsi
získané z různých operací chemické výroby nebo jiných procesů. Reakční cesty navíc mohou
zahrnovat různé meziprodukty a reaktanty (např.: s alespoň jedním prochirálním nebo
chirálním centrem), které mohou být enantioselektivně nebo enantiospecificky přeměněny na
produkty.
Hydrolytická dehalogenace reaktantu může být katalyzována enzymem, který je
exprimován v přirozeném producentu nebo v heterologním hostitelském organismu, je
- 8 -
přítomný v neživých nebo živých buňkách, v surovém nebo čištěném extraktu, imobilizovaný
na materiálu nosiče, volný ve vodném roztoku, v jednofázovém organickém nebo vodném
roztoku nebo v dvojfázovém systému tvořeném organickou a vodnou fází, za atmosférického
tlaku nebo za zvýšeného tlaku. Mohou být použita organická rozpouštědla, aby bylo umožněno
použití vysokých koncentrací reaktantu, aby se zvýšila produktivita reakce a podpořila
enzymová stereoselektivita reakce oproti spontánní hydrolýze. Přídavky organických
rozpouštědel mísitelných s vodou, jako jsou metanol, terciální butanol, aceton, dioxan,
acetonitril, dimetylformamid, dimetylsulfoxid, tetrahydrofuran, 3-metyl-3-pentanol a pyridin,
mohou dosahovat až koncentrace 70 % celkového objemu v závislosti na stabilitě enzymu.
Reakční systémy sestávající ze dvou makroskopických fází, jmenovitě vodné fáze
obsahující rozpuštěný enzym a druhé fáze, kterou jsou organická rozpouštědla, jako jsou
etylacetát, dietyléter, metyl terc-butyléter, cyklohexanol, n-propylacetát, etylchloracetát, bis(2chloretyl)éter,
isopropylacetát,
butylacetát,
isobutylacetát,
hexanol,
isoamylacetát,
n-amylacetát, toluen, oktanol, isoheptan, n-butyléter, cyklohexan, 2-metylpentan, n-hexan,
metylcyklohexan a n-oktan, mohou být použity k dosažení prostorového oddělení enzymu
od organické fáze. Reakce probíhá ve vodné fázi, kde se enzym nachází ve vhodném
prostředí a není v přímém styku s organickým rozpouštědlem, kde se nachází většina
substrátu a/nebo produktu. Urychlení přenosu reaktantu a produktu mezi oběma fázemi,
reaktantu k enzymu a produktu od enzymu může být dosaženo třepáním nebo mícháním.
Velké množství vody může být nahrazeno organickým rozpouštědlem nemísitelným s vodou
a enzym je potom suspendován v jednofázovém organickém rozpouštědle. Optimální
katalytická aktivita enzymu v organickém rozpouštědle může být dosažena úpravou
a udržováním obsahu vody. To lze běžně dosáhnout pomocí páru sůl/hydrát, např.: CaCl2 •
H2O/2 H2O, NaI bezv./2 H2O, Na2HPO4 bezv./2 H2O, NaOAc bezv./3 H2O, NaBr bezv./2 H2O,
Na4P2O7 bezv./7 H2O, Na2HPO4 • 2 H2O/7 H2O, Na2SO4 bezv./10 H2O, Na2HPO4 • 7 H2O/12
H2O, které se přidají k rozpouštědlu a fungují jako pufr obsahu vody. Alternativně může být
pomocí silikonové trubičky ponořené v reakčním médiu cirkulován přes reakční nádobku
nasycený roztok soli např.: LiBr, LiCl, MgCl2, K2Co3, Mg(NO3)2, NaBr, NaCl, KCl, K2SO4, který
je v rovnováze s dostatečným množstvím nerozpuštěné soli. Jakákoliv voda, která je
produkována nebo spotřebována během reakce, je vyrovnána difúzí přes stěny trubičky
a udržuje se tak rovnovážná aktivita vody nastavená roztokem soli.
Rozpustnost enzymu v lipofilních organických rozpouštědlech může být modifikována
kovalentním připojením amfipatického polymeru polyetylenglykolu (PEG) k povrchu enzymu.
Vazba polymerního řetězce k povrchu enzymu je dosažena reakcí ε-amino skupin lysinových
zbytků se „spojovníkem“, např. chloridem kyseliny kyanurové. Stabilizátory proteinů, jako jsou
polyalkoholy, např. cukerné alkoholy nebo glycerol, inaktivní proteiny, jako je bovinní sérový
- 9 -
albumin,
nebo
polymery,
které
mají
určitou
strukturní
podobnost
s vodou,
např.
polyetylenglykol, polyvinylalkohol, mohou být přidány do reakčního média, aby se zvýšily
stabilitu enzymu.
Fyzikální stav enzymu může být krystalický, lyofilizovaný nebo vysrážený. Enzymy mohou
být imobilizovány adsorpcí na povrchu, např. anorganického nebo organického materiálu, jako
je křemelina (Celit), aktivované dřevěné uhlí, oxid hliníku, celulóza, syntetické pryskyřice,
iontové vazby, např., kationtové iontoměničové pryskyřice, jako je karboxymetylcelulóza nebo
Amberlit IRA nebo aniontové iontoměniče, jako je N,N-dimetyl-aminoetylcelulóza nebo
Sephadex, nebo kovalentním připojením na povrch makroskopického organického nebo
anorganického materiálu nosiče. Obecně zahrnuje kovalentní imobilizace dva kroky: (i) aktivaci
nosiče pomocí reaktivní spojovací skupiny a (ii) připojení enzymu. Funkční skupiny enzymu,
které jsou běžně zahrnuté do kovalentní vazby, jsou nukleofilní, např.: N-koncové a ε-amino
skupiny lysinu nebo karboxy-, sulfhydryl-, hydroxyl- a fenolové skupiny. Anorganický nosič,
např., porézní sklo, nebo organický nosič, např.: celulóza, dextran, škrob, chitin, agaróza
a syntetické kopolymery, např.: VA-Epoxy Biosynt, Eupergit, mohou být použity pro kovalentní
imobilizaci. Molekuly enzymu mohou být imobilizovány vytvořením příčných vazeb (vazby mezi
sebou)
pomocí
bifunkčního
reaktantu,
např.
glutardialdehydu,
dimetyladipimidátu,
dimetylsuberimidátu, hexametylendiisokyanátu.
Enzym může být uzavřen do vymezené oblasti, kde zůstává katalyticky aktivní – uzavření
do pevné matrice nebo do membránou ohraničených oblastí. Enzymy v neživých nebo živých
buňkách mohou být uzavřeny do biologické matrice, např.: agarového gelu, alginátového gelu,
κ-karagenanu. Tvorba gelu může být iniciována změnou teploty nebo změnou ionotropního
prostředí systému. Agarový gel se získá vsypáním směsi buněk v teplém (40ºC) roztoku agaru
do dobře míchaného, ledového (0 - 5ºC) vodného pufru. Kalciumalginát nebo κ-karagenanové
gely jsou připraveny vpravením roztoku alginátu sodného obsahujícího buňku do roztoku
CaCl2 nebo KCl, jednotlivě. Enzym může být uzavřen do anorganických stabilních matric, např.
silikagelu. Proces přeměny hydrosolu na gel je iniciován hydrolýzou tetraalkoxysilanu typu
Si(OR)4, kde R je alkylová skupina s krátkým řetězcem, např.: n-propyl, n-butyl, v přítomnosti
enzymu. Hydrolýza a kondenzace monomerů/jednotek Si(OR)4 katalyzovaná slabou kyselinou
nebo bází aktivuje tvorbu příčných vazeb a současnou tvorbu amorfního SiO2. Těsná síť, která
má schopnost nést izolovaný enzym, může být získána polymerací syntetických monomerů,
např. polyakrylamidu, v přítomnosti enzymu. V závislosti na způsobu imobilizace mohou být
významně ovlivněny vlastnosti enzymu, jako jsou stabilita, selektivita, katalytická rychlost,
vazebná afinita a teplota.
- 10 -
Enzym může být oddělen od zbytku reakčního média pomocí membrány. Malý substrát
a/nebo molekula produktu mohou volně difundovat přes membránu, ale velký enzym přes
membránu neprojde. Směs vodného pufru, anorganické rozpouštědla a detergentu, např.: triton,
sulfosukcinát bis(2-etylhexyl)sodíku, cetyltrimetylbromid amonný poskytují „reverzní/obrácené
micely“ v uspořádání, kde organické rozpouštědlo tvoří objemnou fázi. Dvojvrstevné
„měchýřky“ (liposomy) mohou být vytvořeny, pokud je objemnou fází voda. Vodné prostředí
uzavřené uvnitř těchto mikro-buněk obsahuje enzym. Enzym může být zadržován v reakční
části
pomocí
syntetické
membrány,
založené
například
na
bázi
polyamidu
nebo
polyétersulfonu o definované velikosti pórů (1000 – 10 000 Daltonů). Lze použít syntetické
membrány různých tvarů (např.: fólií, dutých vláken). V jednoduché formě může být roztok
enzymu uzavřen v dialyzačním střevě, umístěném na pomalu se otáčející magnetické tyčce.
Substrátová specifita, stereoselektivita nebo regioselektivita hydrolytické dehalogenace
katalyzované halogenalkandehalogenázou může být zdokonalena modifikací enzymu
s použitím racionálního designu, který je založen na strukturní analýze, např.: proteinové
krystalografii, nukleární magnetické rezonanci a spektroskopii cirkulárních dichroismů,
a biochemické charakterizaci, např.: kinetice rovnovážného stavu, kinetice přechodného stavu,
rozborech stability a termostability, spektroskopických rozborech a podobně, a pomocí
následného počítačového modelování, např.: srovnávání sekvencí, fylogenetických analýz,
homologního modelování, molekulárního dokování, molekulární mechaniky, molekulární
dynamiky, kvantové mechaniky a statistiky s mnoha proměnnými, a mutageneze DNA, např.:
kazetové mutageneze, místně cílené mutageneze, chemické mutageneze, „error-prone“ PCR,
místně saturační mutageneze, mutageneze souboru, opakovatelné mutageneze souboru,
skenovací saturační mutageneze, mutátorové kmeny, atd. Postup zahrnuje změnu alespoň
jednoho aminokyselinového zbytku v halogenalkandehalogenáze za jiný aminokyselinový
zbytek (EC 3.8.1.5) nebo rekombinaci dvou nebo více členů halogenalkandehalogenáz (EC
3.8.1.5), aby byla získána modifikovaná halogenalkandehalogenáza se zlepšenou substrátovou
specifitou, stereoselektivitou nebo regioselektivitou. Modifikované nukleové kyseliny mohou být
vpraveny
do
buňky,
v níž
halogenalkandehalogenázu.
mohou
být
exprimovány,
aby
poskytly
modifikovanou
- 11 -
Příklady
Příklad 1
Příprava
opticky
2-brompentanu
čistého
2-pentanolu
katalyzovanou
stereoselektivní
hydrolytickou
halogenalkandehalogenázou
dehalogenací
DbjA
izolovanou
z Bradyrhizobium japonicum USDA110.
Pro nadprodukci divokého typu enzymu DbjA (Sekvence 1), byl klonován odpovídající gen
v pYBJA2 vektoru a byl transkribován pomocí tac promotoru (P
tac)
za kontroly lacIq. V 250 ml
Luria bujónu byla při teplotě 37ºC kultivována Escherichia coli BL21 obsahující pAQN plasmid.
Indukce enzymové syntézy byla iniciována přidáním isopropyl-β-D-thiogalaktopyranosidu až
na konečnou koncentraci 0,5 mM, kdy kultura dosáhla optické hustoty 0,6 při 600 nm. Po
indukci byla kultura inkubována 4 h při teplotě 30ºC a pak byla sklizena. Buňky byly rozbity
sonifikací s použitím Soniprep 150 (Sanyo, UK). Supernatant byl použit po centrifugaci která
probíhala 1 hodinu při 100,000 x g. Halogenalkanehalogenáza byla čištěna na Ni-NTA
Sefarózové koloně HR 16/10 (Qiagen/Germany). DbjA s histidinovou kotvou byla navázána na
pryskyřici umístěnou v pufru udržujícím rovnováhu, který obsahoval 20 mM draselnofosfátový
pufr o pH 7,5; 0,5 M chlorid sodný a 10 mM imidazolu. Nevázané a slabě navázané proteiny
byly vymyty pufrem obsahujícím 60 mM imidazolu. DbjA s histidinovou kotvou byl potom vymyt
pufrem obsahujícím 160 mM imidazolu. Aktivní frakce byly spojeny a dialyzovány přes noc
proti 50 mM draselnofosfátovému pufru, pH = 7,5. Enzym byl skladován při teplotě 4 ºC
v 50 mM
draselnofosfátovém
pufru,
pH = 7,5;
obsahujícím
10 %
glycerolu
a
1mM
2-merkaptoetanolu.
Sekvence 1. Sekvence aminokyselin halogenalkandehalogenázy DbjA izolované z bakterie
Bradyrhizobium japonicum USDA110.
MSKPIEIEIRRAPVLGSSMAYRETGAQDAPVVLFLHGNPTSSHIWRNILPLVSPVAHCIAPDLIG
FGQSGKPDIAYRFFDHVRYLDAFIEQRGVTSAYLVAQDWGTALAFHLAARRPDFVRGLAFME
FIRPMPTWQDFHHTEVAEEQDHAEAARAVFRKFRTPGEGEAMILEANAFVERVLPGGIVRKL
GDEEMAPYRTPFPTPESRRPVLAFPRELPIAGEPADVYEALQSAHAALAASSYPKLLFTGEPG
ALVSPEFAERFAASLTRCALIRLGAGLHYLQEDHADAIGRSVAGWIAGIEAVRPQLAA
Hydrolytická
dehalogenace
racemického
2-brompentanu
byla
katalyzována
halogenalkandehalogenázou DbjA při pokojové teplotě (21ºC) v 20 ml pufru, který obsahoval
- 12 -
50 mM tris(hydroxymetyl)aminometanu (pH = 8,2; upravené přidáním H2SO4). Reakce byla
iniciována přidáním čištěné halogenalkandehalogenázy DbjA až na konečnou koncentraci
1 µM enzymu. Metoda používá vysoký stupeň chirálního rozpoznávání 2-brompentanu
halogenalkandehalogenázou DbjA (E-hodnota > 100). Reakce může být zastavena po úplné
konverzi preferovaného enantiomeru (Obr. 2), kdy je dosažena 99% enantiomerní převaha
s výtěžkem 48 % a opticky čistý 2-pentanol a opticky čistý 2-brompentan mohou být snadno
separovány.
e.e. >99% výtěžek 48%
0.3
Konc. (mM)
0.2
0.1
0.0
0
5
10
15
20
Čas (min)
Obr. 2 - Konverze
2-brompentanu
z Bradyrhizobium japonicum
s použitím
halogenalkandehalogenázy
DbjA
USD110. Koncentrace obou enantiomerů (černé
a prázdné kroužky) 2-brompentanu v čase.
Příklad 2
Produkce opticky aktivního 1-brombutan-3-olu, 3-brombutanolu a 1,3-butandiolu stereoselektivní
hydrolytickou dehalogenací 1,3-dibrombutanu katalyzovanou halogenalkandehalogenázou LinB ze
Sphingomonas paucimobilis UT26.
Pro nadprodukci divokého typu enzymu LinB (sekvence 2) byl klonován odpovídající gen
v pAQN vektoru a transkribován pomocí tac promotoru (Ptac) pod kontrolou lacIq. Ve 250 ml
Luria bujónu byla při 37ºC kultivována Escherichia coli BL21 obsahující plazmid pAQN.
Isopropyl-β-D-thiogalaktopyranosid byl přidán až po dosažení koncentrace 0,5 mM, kdy kultura
dosáhla optické hustoty 0,6 při 600 nm. Kultura byla inkubována 4 h při teplotě 30 ºC a pak
byla sklizena. Buňky byly rozbity sonifikací s použitím Soniprep 150 (Sanyo, UK). Supernatant
byl použit po 1 hodině trvající centrifugaci při 100,000 x g. LinB s histidinovou kotvou byla
- 13 -
čištěna na Ni-NTA Sefarózové koloně HR 16/10 (Qiagen/Germany). Enzym byl skladován při
teplotě 4ºC v 50 mM draselnofosfátovém pufru, pH 7,5; obsahujícím 10% glycerol a 1mM
2-merkaptoetanol.
Sekvence 2. Sekvence aminokyselin halogenalkandehalogenázy LinB izolované z bakterie
Sphingomonas paucimobilis UT26.
MSLGAKPFGEKKFIEIKGRRMAYIDEGTGDPILFQHGNPTSSYLWRNIMPHCAGLGRLIACDLI
GMGDSDKLDPSGPERYAYAEHRDYLDALWEALDLGDRVVLVVHDWGSALGFDWARRHRER
VQGIAYMEAIAMPIEWADFPEQDRDLFQAFRSQAGEELVLQDNVFVEQVLPGLILRPLSEAEM
AAYREPFLAAGEARRPTLSWPRQIPIAGTPADVVAIARDYAGWLSESPIPKLFINAEPGALTTG
RMRDFCRTWPNQTEITVAGAHFIQEDSPDEIGAAIAAFVRRLRPA
e.e. 86
86%
%
e.e. >97%
1.5
Konc. (mM)
1.2
0.9
0.6
0.3
0.0
0
20
40
60
80
100 120
Čas (min)
Obr. 3 - Konverze 1,3-dibrombutanu s použitím halogenalkandehalogenázy LinB z Sphingomonas
paucimobilis. Koncentrace obou enantiomerů (plné a prázdné kroužky) 1,3-dibrombutanu
(kolečka), 1-brombutan-3-olu (trojúhelníčky) and 3-brombutanolu (čtverečky) v čase.
Hydrolytická dehalogenace racemického 1,3-dibrombutanu byla katalyzována enzymem
LinB při teplotě 30ºC v 20 ml pufru obsahujícím 0,1 M glycin (pH 8,6). Reakce byla iniciována
přidáním čištěné halogenalkandehalogenázy LinB až po konečnou koncentraci enzymu 0,5
µM.
LinB
ukazuje
nízkou
regioselektivitu
a
vysokou
enantioselektivitu
v reakci
s
1,3-dibrombutanem. Oba halogenidové substituenty 1,3-dibrobutanu byly hydrolyzovány, a jak
1-brombutan-3-ol, tak 3-brombutanol byly produkovány s vysokou optickou čistotou.
- 14 -
Každý
enantiomer
1,3-dibrombutanu
byl
konvertován
přednostně
na
různé
halogenalkoholy. Preferovaný enantiomer byl přeměněn hlavně na sekundární alkohol,
zatímco druhý enantiomer byl přeměněn hlavně na primární alkohol. Po vyčerpání substrátu
byly všechny vytvořené halogenalkoholy dále přeměněny na finální produkt 1,3-butandiol.
Reakci lze zastavit, když jsou vytvořeny opticky čistý 1-brombutan-3-ol, 3-brombutanol nebo
1,3-butandiol s velkým výtěžkem (diagram 2) a produkty lze snadno oddělit.
Příklad 3
Racionální design specifity halogenalkandehalogenázy LinB s použitím fylogenetické analýzy
a počítačového modelování.
Aminokyselina v pozici 177 byla pomocí strukturní analýzy a srovnání primární sekvence
LinB s proteinovou sekvencí dalších členů rodiny halogenalkandehalogenáz identifikována
jako rozhodující činitel v substrátové specifitě halogenalkandehalogenázy LinB. L177 je
umístěna u ústí největšího přístupového tunelu vedoucího k aktivní oblasti enzymu a je
namířena přímo do tunelu. Zároveň jde o nejvíce variabilní aminokyselinu reakční dutiny
u proteinů podobných proteinům halogenalkandehalogenázy, který vykazuje 9 různých
substitucí ve 14 proteinech.
Nasycená mutageneze v pozici 177 LinB byla provedena s použitím místně cílené
mutageneze. Plazmid pULBH6 byl použit jako předloha. Pro nadprodukci LinB v E. coli, byly
v pAQN vektoru klonovány mutantní geny LinB označené His a geny byly přepsány pomocí tac
promotoru (Ptac) pod kontrolou lacIq. V 1 l Luriova bujónu byla kultivována E. coli BL21
obsahující tyto plazmidy. Když kultura dosáhla optické hustoty 0,6 při 600 nm byla iniciována
indukce enzymové exprese (při 30 ºC) přidáním izopropyl-β-D-thiogalaktopyranosidu až na
konečnou koncentraci 1 mM. Buňky byly sklizeny a rozbity pomocí sonifikace s použitím
Soniprep 150 (Sanyo Gallenkamp PLC, Loughborough, UK). Supernatant byl použit po
centrifugaci při 100,000 x g po dobu 1 hodiny. Surový extrakt byl dále čištěn na Ni-NTA
Sefarózové koloně HR 16/10 (Qiagen, Hilden, Germany). Pomocí His označené mutanty LinB
byly navázány na pryskyřici v rovnováhu udržujícím 20 mM draselno-fosfátovém pufru
(pH = 7,5) obsahujícím 0,5 M chloridu sodného a 10 mM imidazolu. Nevázané a slabě
navázané proteiny byly vymyty pufrem obsahujícím 45 mM imidazolu. Enzym s histidinovou
kotvou byl vymyt pufrem obsahujícím 160 mM imidazolu. Aktivní frakce byly spojeny a
dialyzovány přes noc proti 50 mM draselnofosfátového pufru (pH = 7,5). Enzym byl skladován
v 50 mM
draselnofosfátovém
pufru
(pH = 7,5)
obsahujícím
10 %
glycerolu a 1 mM
2-merkaptoetanolu. Byly změřeny specifické aktivity LinB s dvanácti různými halogenovanými
- 15 -
substráty (Tabulka 2) reprezentujícími různé chemické skupiny (mono-, di-, a tri- halogenované;
chlorované, bromované a jodované; α- a β-substituované, alifatické a cyklické, nasycené
a nenasycené sloučeniny).
Všechny mutanty bez výjimky vykazovaly modifikované aktivity ve srovnání s divokým
typem LinB. Substituce L177 za T úplně inaktivovala enzym pro substrát 1-chlorbutan, zatímco
aktivita pro další substráty zůstala buď stejná (1,2-dibrometan, 1,3-dijodpropan a 3-chlor-2metylpropen)
nebo
byla
dokonce
vyšší
(1-chlorhexan,
1-brombutan,
1-jodbutan,
a bromcyklohexan) než pro divoký typ enzymu. Obecně se aktivita LinB enzymu zvýší
vpravením malé nepolární aminokyseliny do pozice 177. Tento zbytek částečně blokuje
přístupový tunel a jeho velikost a polarita ovlivňuje vazbu molekul substrátu do aktivního místa.
Obzvlášť slabá vazba je pozorována, když je do pozice 177 umístěn záporný náboj (Km pro
L177D je 21,9 mM s 1-chlorbutanem a 14 mM s 1,2-dibrometanem). Aktivita a substrátová
specifita halogenalkandehalogenázy může být evidentně modulována změnou aminokyselin
umístěných daleko od aktivního místa, pokud jsou součástí přístupového tunelu. Modifikace
katalytických vlastností halogenalkandehalogenázy s použitím místně cílené mutageneze
pomocí speciálního zaměření na takové vzdálené aminokyseliny (identifikované s použitím
racionálního designu) poskytuje funkční enzymy mnohem rychleji ve srovnání s mutagenezí
aminokyselin aktivního místa.
- 16 -
- 17 -
PATENTOVÉ NÁROKY
1. Způsob výroby opticky aktivních halogenalkanů a alkoholů hydrolytickou dehalogenací
katalyzovanou halogenalkandehalogenázami v y z n a č e n ý t í m , že se na alespoň
jednu racemickou nebo prochirální chlorovanou, bromovanou nebo jodovanou
sloučeninu nebo jejich směs působí alespoň jednou divokou a/nebo modifikovanou
halogenalkandehalogenázou
vybranou
ze
skupiny
halogenalkandehalogenáz
(EC 3.8.1.5) nebo jejich směsí při teplotě +10 0C až +70 0C a pH = 4,0 až 12,0 ve
vodném prostředí nebo v prostředí organického rozpouštědla nebo v jednofázovém
vodném roztoku organického rozpouštědla nebo v dvojfázovém systému tvořeném
organickou a vodnou fází.
2. Způsob výroby opticky aktivních sloučenin podle nároku 1, v y z n a č e n ý t í m , že
je prováděný v přítomnosti povrchově aktivních látek, zvyšujících rozpustnost
substrátu v reakční směsi.
3. Způsob výroby opticky aktivních sloučenin podle nároku 1 a 2, v y z n a č e n ý t í m ,
že enzym halogenalkandehalogenáza se použije v rozpustné formě nebo ve formě
krystalické nebo ve formě lyofilizované nebo ve vysrážené formě.
4. Způsob výroby opticky aktivních sloučenin podle nároku 3, v y z n a č e n ý t í m , že
enzym halogenalkandehalogenáza je imobilizován adsorbcí nebo iontovou vazbou
nebo kovalentní vazbou na povrch nosiče.
5. Způsob výroby opticky aktivních sloučenin podle nároku 1 a 2, v y z n a č e n ý t í m ,
že enzym halogenalkandehalogenáza je imobilizován vytvořením vzájemných příčných
vazeb nebo uzavřením enzymu do pevné matrice nebo do prostoru odděleného
membránou.
- 18 -
Anotace
Název vynálezu:
Způsob výroby opticky aktivních halogenalkanů a alkoholů hydrolytickou
dehalogenací katalyzovanou halogenalkandehalogenázami
Způsob výroby opticky aktivních sloučenin, zejména halogenalkanů, halogenalkoholů,
alkoholů, halogenpolyalkoholů a polyalkoholů hydrolytickou dehalogenací racemických nebo
prochirálních
halogenalkanů
hydrolytickou
dehalogenací
katalyzovanou
halogenalkan-
dehalogenázami (EC 3.8.1.5), kdy se alespoň na jednu racemickou nebo prochirální
chlorovanou, bromovanou nebo jodovanou sloučeninu působí alespoň jednou divokou nebo
modifikovanou halogenalkandehalogenázou při teplotě +10 0C až +70 0C a pH = 4,0 až 12,0 ve
vodném prostředí případně v jednofázovém vodném roztoku organického rozpouštědla nebo
v dvojfázovém systému tvořeném organickou a vodnou fází.